Технические аспекты определения минимальной остаточной болезни методом многоцветной проточной цитометрии у пациентов с острыми миелоидными лейкозами

И.В. Гальцева, Ю.О. Давыдова, Н.М. Капранов, К.А. Никифорова, Е.Н. Паровичникова

ФГБУ «НМИЦ гематологии» Минздрава России, Новый Зыковский пр-д, д. 4, Москва, Российская Федерация, 125167

Для переписки: Юлия Олеговна Давыдова, канд. мед. наук, Новый Зыковский пр-д, д. 4, Москва, Российская Федерация, 125167; тел.: 8(495)612-62-21; e-mail: juliya89mur@yandex.ru

Для цитирования: Гальцева И.В., Давыдова Ю.О., Капранов Н.М. и др. Технические аспекты определения минимальной остаточной болезни методом многоцветной проточной цитометрии у пациентов с острыми миелоидными лейкозами. Клиническая онкогематология. 2021;14(4):503–12.

DOI: 10.21320/2500-2139-2021-14-4-503-512


РЕФЕРАТ

Определение и мониторинг минимальной остаточной болезни (МОБ) — необходимые компоненты программной терапии. Они имеют ключевое значение для выбора лечебной тактики и оценки прогноза фактически при всех заболеваниях системы крови. Для установления МОБ часто используют метод многоцветной проточной цитометрии, который обладает достаточно высокой специфичностью и чувствительностью. Однако определение МОБ у больных острыми миелоидными лейкозами представляется одной из самых непростых задач, стоящих перед специалистом по проточной цитометрии. Анализ цитометрических данных требует экспертного знания иммунофенотипа всех созревающих клеток костного мозга. Кроме того, исследование МОБ при острых миелоидных лейкозах не стандартизовано, а предлагаемые в разных исследованиях подходы значительно отличаются. В настоящей статье отражен собственный опыт анализа МОБ с демонстрацией используемой стратегии гейтирования, описанием иммунофенотипа нормальных неопухолевых гемопоэтических клеток и представлением нескольких примеров оценки МОБ. Приводятся также использованные нами панели моноклональных антител с оценкой их достоинств и недостатков.

Ключевые слова: минимальная остаточная болезнь, острые миелоидные лейкозы, проточная цитометрия, гейтирование, иммунофенотипирование.

Получено: 9 июня 2021 г.

Принято в печать: 5 сентября 2021 г.

Читать статью в PDF

Статистика Plumx русский

ЛИТЕРАТУРА

  1. Cheson BD, Bennett JM, Kopecky KJ, et al. Revised recommendations of the international working group for diagnosis, standardization of response criteria, treatment outcomes, and reporting standards for therapeutic trials in acute myeloid leukemia. J Clin Oncol. 2003;21(24):4642–9. doi: 10.1200/JCO.2003.04.036.
  2. Pui CH, Campana D. New definition of remission in childhood acute lymphoblastic leukemia. Leukemia. 2000;14(5):783–5. doi: 10.1038/sj.leu.2401780.
  3. Schuurhuis GJ, Heuser M, Freeman S, et al. Minimal/measurable residual disease in AML: a consensus document from the European LeukemiaNet MRD Working Party. Blood. 2018;131(12):1275–91. doi: 10.1182/blood-2017-09-801498.
  4. Гальцева И.В., Давыдова Ю.О., Паровичникова Е.Н. Определение минимальной измеримой остаточной болезни у взрослых больных острыми лейкозами. Гематология и трансфузиология. 2020;65(4):460–72. doi: 10.35754/0234-5730-2020-65-4-460-472.
    [Galtseva IV, Davydova YO, Parovichnikova EN. Detection of measurable residual disease in adults with acute leukaemia. Russian journal of hematology and transfusiology. 2020;65(4):460–72. doi: 10.35754/0234-5730-2020-65-4-460-472. (In Russ)]
  5. Shen Z, Gu X, Mao W, et al. Influence of pre-transplant minimal residual disease on prognosis after Allo-SCT for patients with acute lymphoblastic leukemia: Systematic review and meta-analysis. BMC Cancer. 2018;18(1):755. doi: 10.1186/s12885-018-4670-5.
  6. Leung W, Pui C-H, Coustan-Smith E, et al. Detectable minimal residual disease before hematopoietic cell transplantation is prognostic but does not preclude cure for children with very-high-risk leukemia. Blood. 2012;120(2):468–72. doi: 10.1182/blood-2012-02-409813.
  7. Norkin M, Katragadda L, Zou F, et al. Minimal residual disease by either flow cytometry or cytogenetics prior to an allogeneic hematopoietic stem cell transplant is associated with poor outcome in acute myeloid leukemia. Blood Cancer J. 2017;7(12):634. doi: 10.1038/s41408-017-0007-x.
  8. Anthias C, Dignan FL, Morilla R, et al. Pre-transplant MRD predicts outcome following reduced-intensity and myeloablative allogeneic hemopoietic SCT in AML. Bone Marrow Transplant. 2014;49(5):679–83. doi: 10.1038/bmt.2014.9.
  9. Buckley SA, Wood BL, Othus M, et al. Minimal residual disease prior to allogeneic hematopoietic cell transplantation in acute myeloid leukemia: a meta-analysis. Haematologica. 2017;102(5):865–73. doi: 10.3324/haematol.2016.159343.
  10. Wood BL. Principles of minimal residual disease detection for hematopoietic neoplasms by flow cytometry. Cytometry B Clin Cytom. 2016;90(1):47–53. doi: 10.1002/cyto.b.21239.
  11. Wood BL. Multicolor immunophenotyping: human immune system hematopoiesis. Methods Cell Biol. 2004;75:559–76. doi: 10.1016/s0091-679x(04)75023-2.
  12. Wood BL. Flow cytometric monitoring of residual disease in acute leukemia. In: Czader M, ed. Hematological Malignancies. Methods in Molecular Biology (Methods and Protocols). Vol. 999. Totowa: Humana Press; 2013. pp. 123–36. doi: 10.1007/978-1-62703-357-2_8.
  13. Лобанова Т.И., Гальцева И.В., Паровичникова Е.Н. Исследование минимальной остаточной болезни у пациентов с острыми миелоидными лейкозами методом многоцветной проточной цитофлуориметрии (обзор литературы). Онкогематология. 2018;13(1):83–102. doi: 10.17650/1818-8346-2018-13-1-83-102.
    [Lobanova TI, Galtseva IV, Parovichnikova EN. Minimal residual disease assesment in patients with acute myeloid leukemia by multicolour flow cytometry (literature review). Oncohematology. 2018;13(1):83–102. doi: 10.17650/1818-8346-2018-13-1-83-102. (In Russ)]
  14. Tien HF, Wang CH. CD7 positive hematopoietic progenitors and acute myeloid leukemia and other minimally differentiated leukemia. Leuk Lymphoma. 1998;31(1–2):93–8. doi: 10.3109/10428199809057588.
  15. Jorgensen JL, Chen SS. Monitoring of minimal residual disease in acute myeloid leukemia: methods and best applications. Clin Lymphoma Myeloma Leuk. 2011;11(Suppl 1):S49–53. doi: 10.1016/j.clml.2011.03.023.
  16. Jaso JM, Wang SA, Jorgensen JL, Lin P. Multi-color flow cytometric immunophenotyping for detection of minimal residual disease in AML: past, present and future. Bone Marrow Transplant. 2014;49(9):1129–38. doi: 10.1038/bmt.2014.99.
  17. Buldini B, Maurer-Granofszky M, Varotto E, Dworzak MN. Flow-cytometric monitoring of minimal residual disease in pediatric patients with acute myeloid leukemia: recent advances and future strategies. Front Pediatr. 2019;7:412. doi: 10.3389/fped.2019.00412.
  18. Wood BL. Acute myeloid leukemia minimal residual disease detection: the difference from normal approach. Curr Protoc Cytom. 2020;93(1):e73. doi: 10.1002/cpcy.73.
  19. Ostendorf BN, Flenner E, Florcken A, Westermann J. Phenotypic characterization of aberrant stem and progenitor cell populations in myelodysplastic syndromes. PLoS One. 2018;13(5):e0197823. doi: 10.1371/journal.pone.0197823.
  20. Goardon N, Marchi E, Atzberger A, et al. Coexistence of LMPP-like and GMP-like leukemia stem cells in acute myeloid leukemia. Cancer Cell. 2011;19(1):138–52. doi: 10.1016/j.ccr.2010.12.012.
  21. Shameli A, Dharmani-Khan P, Luider J, et al. Exploring blast composition in myelodysplastic syndromes and myelodysplastic/myeloproliferative neoplasms: CD45RA and CD371 improve diagnostic value of flow cytometry through assessment of myeloblast heterogeneity and stem cell aberrancy. Cytom Part B: Clin Cytom. 2020:1–16. doi: 10.1002/cyto.b.21983. Epub ahead of print.
  22. Bill M, van Kooten Niekerk BP, Woll SP, et al. Mapping the CLEC12A expression on myeloid progenitors in normal bone marrow; implications for understanding CLEC12A-related cancer stem cell biology. J Cell Mol Med. 2018;22(4):2311–8. doi: 10.1111/jcmm.13519.
  23. Eissens DN, Spanholtz J, van der Meer A, et al. Defining early human NK cell developmental stages in primary and secondary lymphoid tissues. PLoS One. 2012;7(2):e30930. doi: 10.1371/journal.pone.0030930.
  24. Stetler-Stevenson M, Paiva B, Stoolman L, et al. Consensus guidelines for myeloma minimal residual disease sample staining and data acquisition. Cytom Part B: Clin Cytom. 2016;90(1):26–30. doi: 10.1002/cyto.b.21249.
  25. Palmieri R, Piciocchi A, Arena V, et al. Clinical relevance of- limit of detection (LOD) — limit of quantification (LOQ) — based flow cytometry approach for measurable residual disease (MRD) assessment in acute myeloid leukemia (AML). Blood. 2020;136(Suppl 1):37–8. doi: 10.1182/blood-2020-139557.

Роль поверхностного маркера CD200 в дифференциальной диагностике злокачественных В-клеточных лимфопролиферативных заболеваний

Ю.В. Миролюбова, Е.А. Стадник, Т.С. Никулина, В.В. Стругов, Т.О. Андреева, Ю.В. Вирц, Р.В. Грозов, А.Ю. Зарицкий

ФГБУ «Северо-Западный федеральный медицинский исследовательский центр им. В.А. Алмазова» Минздрава России, ул. Аккуратова, д. 2, Санкт-Петербург, Российская Федерация, 197341

Для переписки: Юлия Владимировна Миролюбова, ул. Аккуратова, д. 2, Санкт-Петербург, Российская Федерация, 197341; e-mail: juli9702@yandex.ru

Для цитирования: Миролюбова Ю.В., Стадник Е.А., Никулина Т.С. и др. Роль поверхностного маркера CD200 в дифференциальной диагностике злокачественных В-клеточных лимфопролиферативных заболеваний. Клиническая онкогематология. 2017;10(2):169–75.

DOI: 10.21320/2500-2139-2017-10-2-169-175


РЕФЕРАТ

Актуальность и цели. Проточная цитофлюориметрия успешно используется в диагностике злокачественных лимфопролиферативных заболеваний. Однако иногда встречаются атипичные ситуации, сложные для интерпретации, что служит основанием для поиска новых маркеров, имеющих дифференциально-диагностическое значение. Цель — анализ экспрессии СD200 у больных со злокачественными В-клеточными лимфопролиферативными заболеваниями.

Материалы и методы. Обследовано 187 пациентов с хроническим лимфолейкозом (ХЛЛ), 14 — с лимфомой из клеток зоны мантии (ЛЗМ), 9 — с лимфомой из клеток маргинальной зоны (ЛМЗ), 5 — с волосатоклеточным лейкозом (ВКЛ). У 12 человек наличие опухоли не подтвердилось. Пациентам выполняли клинический анализ крови, иммунофенотипирование лимфоцитов периферической крови или костного мозга, цитогенетическое исследование. Части пациентов дополнительно проводилось иммуногистохимическое исследование материала, полученного при трепанобиопсии костного мозга или биопсии лимфатических узлов.

Результаты. У всех больные ХЛЛ и ВКЛ наблюдалась экспрессия CD200, средняя интенсивность флюоресценции была выше по сравнению с другими группами. В группе ЛЗМ преобладали пациенты с отсутствием экспрессии CD200. В то же время в 2 наблюдениях отмечалась промежуточная и отчетливая экспрессия CD200 c умеренной интенсивностью флюоресценции. В группе ЛМЗ экспрессия CD200 была гетерогенной.

Заключение. Отсутствие экспрессии CD200 исключает диагноз типичного ВКЛ и ХЛЛ. В таких ситуациях требуются цитогенетическое и иммуногистохимическое исследования опухолевых клеток для полной верификации диагноза, прежде всего ЛЗМ или ЛМЗ.

Ключевые слова: CD200, проточная цитометрия, диагностика, хронический лимфолейкоз, лимфома из клеток зоны мантии, лимфома из клеток маргинальной зоны, волосатоклеточный лейкоз.

Получено: 7 сентября 2016 г.

Принято в печать: 3 января 2017 г.

Читать статью в PDFpdficon


ЛИТЕРАТУРА

  1. Купрышина Н.А., Тупицын Н.Н. Проточная цитометрия в онкогематологии. Часть II. Основы и нововведения в диагностике хронического лимфолейкоза. Клиническая онкогематология. 2012;5(4):349–54.
    [Kupryshina NA, Tupitsyn NN. Flow cytometry in hematology malignancies. Part II: ABC and news in diagnostics of chronic lymphocytic leukaemia. Klinicheskaya onkogematologiya. 2012;5(4):349–54. (In Russ)]
  2. Стадник Е.А., Стругов В.В., Вирц Ю.В., Зарицкий А.Ю. Хронический лимфолейкоз. Рекомендации по диагностике и лечению. Трансляционная медицина. 2012;17:104–15.
    [Stadnik EA, Strugov VV, Virts YuV, Zaritskii AYu. Chronic lymphocytic leukemia. Guidelines for diagnosis and treatment. Translyatsionnaya meditsina. 2012;17:104–15. (In Russ)]
  3. Swerdlow SH, Campo E, Harris NL, et al, eds. WHO Classification of Tumours of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. 4th edition. Lyon: IARC Press; 2008.
  4. Kohnke T, Wittmann VK, Sauter D, et al. Proposal For a Novel Scoring System For The Diagnosis оf CLL. Blood. 2013;122(21):47–5599 (Plenary Abstracts).
  5. Morice WG, Kurtin PJ, Hodnefield JM, et al. Predictive Value of Blood and Bone Marrow Flow Cytometry in B-Cell Lymphoma Classification: Comparative Analysis of Flow Cytometry and Tissue Biopsy in 252 Patients. Mayo Clin Proc. 2008;83(7):776–85. doi: 10.4065/83.7.776.
  6. Луговская С.А., Кисиличина Д.Г., Почтарь М.Е. и др. Новые маркеры (CD160, CD200, LAIR-1) в диагностике В-клеточных лимфопролиферативных заболеваний. Клиническая онкогематология. 2013;6(1):45–52.
    [Lugovskaya SA, Kisilichina DG, Pochtar’ ME, et al. New markers (CD160, CD200, and LAIR-1) in diagnosis of B-cell lymphoproliferative disorders. Klinicheskaya onkogematologiya. 2013;6(1):45–52. (In Russ)]
  7. Brunetti L, Di Noto R, Abate G, et al. CD200/OX2, a cell surface molecule with immuno-regulatory function is consistently expressed on hairy cell leukaemia neoplastic cells. Br J Haematol. 2009;145(5):665–78. doi: 10.1111/j.1365-2141.2009.07644.x.
  8. Palumbo GA, Parrinello N, Fargione G, et al. CD200 expression may help in differential diagnosis between mantle cell lymphoma and B-cell chronic lymphocytic leukemia. Leuk Res. 2009;33(9):1212–6. doi: 10.1016/j.leukres.2009.01.017.
  9. Dorfman DM, Shahsafaei A. CD200 (OX-2 Membrane Glycoprotein) Expression in B Cell–Derived Neoplasms. Am J Clin Pathol. 2010;134(5):726–33. doi: 10.1309/ajcp38xrrugsqovc.
  10. Sander B. Mantle cell lymphoma: recent insights into pathogenesis, clinical variability, and new diagnostic markers. Semin Diagn Pathol. 2011;28(3):245–55. doi: 10.1053/j.semdp.2011.02.010.
  11. Alapat D, Coviello-Malle J, Owens R, et al. Diagnostic Usefulness and Prognostic Impact of CD200 Expression in Lymphoid Malignancies and Plasma Cell Myeloma. Am J Clin Pathol. 2012;137(1):93–100. doi: 10.1309/ajcp59uorcyzevqo.
  12. El Desoukey NA, Afify RA, Amin DG, et al. CD200 expression in B-cell chronic lymphoproliferative disorders. J Investig Med. 2012;60(1):56–61. doi: 10.2310/jim.0b013e31823908f9.
  13. Pillai V, Pozdnyakova O, Charest K, et al. CD200 flow cytometric assessment and semiquantitative immunohistochemical staining distinguishes hairy cell leukemia from hairy cell leukemia-variant and other B-cell lymphoproliferative disorders. Am J Clin Pathol. 2013;140(4):536–43. doi: 10.1309/ajcpebk31vqqnddr.
  14. Challagundla P, Medeiros LJ, Kanagal-Shamanna R, et al. Differential Expression of CD200 in B-Cell Neoplasms by Flow Cytometry Can Assist in Diagnosis, Subclassification, and Bone Marrow Staging. Am J Clin Pathol. 2014;142(6):837–44. doi: 10.1309/ajcpbv9elxc0ecvl.
  15. Sandes AF, de Lourdes Chauffaille M, Regina C, et al. CD200 Has an Important Role in the Differential Diagnosis of Mature B-Cell Neoplasms by Multiparameter Flow. Cytometry. 2013;86(2):98–105. doi: 10.1002/cyto.b.21128.
  16. McCaughan GW, Clark MJ, Barclay AN. Characterization of the human homolog of the rat MRC OX-2 membrane glycoprotein. Immunogenetics. 1987;25(5):329–35. doi: 10.1007/bf00404426.
  17. Wright GJ, Jones M, Puklavec MJ, et al. The unusual distribution of the neuronal/lymphoid cell surface CD200 (OX2) glycoprotein is conserved in humans. Immunology. 2001;102(2):173–9. doi: 10.1046/j.1365-2567.2001.01163.x.
  18. Kretz-Rommel A, Qin F, Dakappagari N, et al. CD200 expression on tumor cells suppresses antitumor immunity: new approaches to cancer immunotherapy. J Immunol. 2007;178(9):5595–605. doi: 10.4049/jimmunol.178.9.5595.
  19. Moreaux J, Hose D, Reme T, et al. CD200 is a new prognostic factor in multiple myeloma. Blood. 2006;108(13):4194–7. doi: 10.1182/blood-2006-06-029355.
  20. Tonks A, Hills R, White P, et al. CD200 as a prognostic factor in acute myeloid leukemia. Leukemia. 2007;21(3):566–8. doi: 10.1038/sj.leu.2404559.
  21. Moreaux J, Veyrune JL, Reme T, et al. CD200: a putative therapeutic target in cancer. Biochem Biophys Res Commun. 2008;366(1):117–22. doi: 10.1016/j.bbrc.2007.11.103.
  22. Kretz-Rommel A, Bowdish KS. Rationale for anti-CD200 immunotherapy in B-CLL and other hematologic malignancies: new concepts in blocking immune suppression. Expert Opin Biol Ther. 2008;8(1):5–15. doi: 10.1517/14712598.8.1.5.

 

 

Острые лейкозы: различия иммунофенотипа бластных клеток и их неопухолевых аналогов в костном мозге

А.М. Попов1, Т.Ю. Вержбицкая2,3, Л.Г. Фечина2, А.В. Шестопалов1,4, С.А. Плясунова1

1 ФГБУ «Федеральный научно-клинический центр детской гематологии, онкологии и иммунологии им. Дмитрия Рогачева» Минздрава России, ул. Саморы Машела, д. 1, Москва, Российская Федерация, 117997

2 ГБУЗ СО «Областная детская клиническая больница № 1», ул. Серафимы Дерябиной, д. 32, Екатеринбург, Российская Федерация, 620149

3 ГАУЗ СО «Институт медицинских клеточных технологий», ул. Карла Маркса, д. 22а, Екатеринбург, Российская Федерация, 620026

4 ГБОУ ВПО «Российский национальный исследовательский университет им. Н.И. Пирогова» Минздрава России, ул. Саморы Машела, д. 1, Москва, Российская Федерация, 117997

Для переписки: Александр Михайлович Попов, канд. мед. наук, ул. Саморы Машела, д. 1, Москва, Российская Федерация, 117997; тел.: +7(495)287-65-70; e-mail: uralcytometry@gmail.com

Для цитирования: Попов А.М., Вержбицкая Т.Ю., Фечина Л.Г. и др. Острые лейкозы: различия иммунофенотипа бластных клеток и их неопухолевых аналогов в костном мозге. Клиническая онкогематология. 2016;9(3):302-13.

DOI: http://dx.doi.org/10.21320/2500-2139-2016-9-3-302-313


РЕФЕРАТ

Определение иммунофенотипа опухолевых бластных клеток в костном мозге методом проточной цитометрии на протяжении многих лет является одним из основных методов диагностики острых лейкозов (ОЛ). Клетки нормального лимфопоэза и миелопоэза, сходные по антигенному профилю с опухолевыми бластами, могут серьезно осложнять процесс диагностики ОЛ. Генетические нарушения, приводящие к образованию опухолевого клона, способствуют формированию иммунофенотипа, отличающегося от нормальных клеток. Аберрантная экспрессия маркеров, определяемая исключительно на бластных клетках ОЛ, формирует так называемый лейкоз-ассоциированный иммунофенотип. Определение лейкоз-ассоциированного иммунофенотипа методом многоцветной проточной цитометрии позволяет четко отличать нормальные и лейкозные клетки-предшественницы. Однако для этого необходим анализ большого количества маркеров одновременно на одних и тех же клетках, т. е. применение многоцветной проточной цитометрии с хорошо продуманными и отработанными панелями моноклональных антител. Кроме того, правильная оценка положения клеточных популяций на графиках требует максимально адекватной настройки цитометра, корректной подготовки проб и наличия у оператора достаточного опыта. Чаще всего соблюдение этих условий возможно в крупных лабораториях, проводящих референс-иммунофенотипирование в рамках многоцентровых исследований.

Ключевые слова: острые лейкозы, проточная цитометрия, экспрессия антигенов, иммунофенотип.

Получено: 19 февраля 2016 г.

Принято в печать: 16 марта 2016 г.

Читать статью в PDFpdficon


ЛИТЕРАТУРА

  1. Morike A, Zimmermann M, Reiter A, et al. Long-term results of five consecutive trials in childhood acute lymphoblastic leukemia performed by the ALL-BFM study group from 1981 to 2000. Leukemia. 2010;24(2):265–84. doi: 10.1038/leu.2009.257.
  2. Pui CH, Carroll WL, Meshinchi S, Arceci RJ. Biology, risk stratification, and therapy of pediatric acute leukemias: an update. J Clin Oncol. 2011;29(5):551–65. doi: 10.1200/jco.2010.30.7405.
  3. Pui CH, Mullighan CG, Evans WE, Relling MV. Pediatric acute lymphoblastic leukemia: where are we going and how do we get there? Blood. 2012;120(6):1165–74. doi: 10.1182/blood-2012-05-
  4. Bene M, Castoldi G, Knapp W, et al. Proposals for the immunological classification of acute leukemias. European Group for the Immunological Characterization of Leukemias (EGIL). Leukemia. 1995;9(10):1783–6.
  5. van Lochem EG, Wiegers YM, van den Beemd R, et al. Regeneration pattern of precursor-B-cells in bone marrow of acute lymphoblastic leukemia patients depends on the type of preceding chemotherapy. Leukemia. 2000;14(4):688–95. doi: 10.1038/sj.leu.2401749.
  6. McKenna RW, Washington LT, Aquino DA, et al. Immunophenotypic analysis of hematogones (B-lymphocyte precursors) in 662 consecutive bone marrow specimens by 4-color flow cytometry. Blood. 2001;98(8):2498–507. doi: 10.1182/blood.v98.8.2498.
  7. Campana D, Coustan-Smith E. Advances in the immunological monitoring of childhood acute lymphoblastic leukaemia. Best Pract Res Clin Hematol. 2002;15(1):1–19. doi: 1053/beha.2002.0182.
  8. Dworzak MN, Fritsch G, Fleischer C, et al. Comparative phenotype mapping of normal vs. malignant pediatric B-lymphopoiesis unveils leukemia-associated aberrations. Exp Hematol. 1998;26(4):305–13.
  9. Lucio P, Parreira A, van den Beemd MVM, et al. Flow cytometric analysis of normal B cell differentiation: a frame of reference for the detection of minimal residual disease in precursor-B-ALL. Leukemia. 1999;13(3):419–27. doi: 1038/sj.leu.2401279.
  10. Lucio P, Gaipa G, van Lochem EG, et al. BIOMED-I concerted action report: flow cytometric immunophenotyping of precursor B-ALL with standardized triple-stainings. Leukemia. 2001;15(8):1185–92. doi: 10.1038/sj.leu.2402150.
  11. Dworzak MN, Fritsch G, Fleisher C, et al. Multiparameter phenotype mapping of normal and post-chemotherapy B lymphopoiesis in pediatric bone marrow. Leukemia. 1997;11(8):1266–73. doi: 10.1038/sj.leu.2400732.
  12. Попов А.М., Вержбицкая Т.Ю., Цаур Г.А. и др. Аберрации иммунофенотипа, применимые для мониторинга минимальной остаточной болезни методом проточной цитометрии при CD10-позитивном остром лимфобластном лейкозе из В-линейных предшественников. Иммунология. 2010;31(6):299–304.
    [Popov AM, Verzhbitskaya TYu, Tsaur GA, et al. Immunophenotype aberrations used for monitoring of the minimal residual disease using flow cytometry in CD10-positive acute lymphoblastic leukemia from B-linear precursors. 2010;31(6):299–304. (In Russ)]
  13. Мовчан Л.В. Лейкоз-ассоциированный иммунофенотип опухолевых клеток у детей с острым лимфобластным лейкозом из предшественников В-лимфоцитов. Онкогематология. 2012;1:22–8.
    [Movchan LV. Leukemia-associated immunophenotype of tumor cells in childhood B-precursors acute lymphoblastic leukemia. Onkogematologiya. 2012;1:22–8. (In Russ)]
  14. Попов А.М., Вержбицкая Т.Ю., Цаур Г.А. и др. Алгоритм применения проточной цитометрии для мониторинга минимальной остаточной болезни при CD10-негативном остром лимфобластном лейкозе из B-линейных предшественников. Вопросы диагностики в педиатрии. 2012;4(5):31–5.
    [Popov AM, Verzhbitskaya TYu, Tsaur GA, et al. Methodology of flow cytometry application for minimal residual disease monitoring in childhood CD10-negative B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia. Voprosy diagnostiki v pediatrii. 2012;4(5):31–5. (In Russ)]
  15. Ciudad J, Orfao A, Vidriales B, et al. Immunophenotypic analysis of CD19+ precursors in normal human adult bone marrow: implications for minimal residual disease detection. Haematologica. 1998;83(12):1069–75.
  16. Veltroni M, De Zen L, Sanzari MC, et al. Expression of CD58 in normal, regenerating and leukemic bone marrow B cells: implications for the detection of minimal residual disease in acute lymphocytic leukemia. Haematologica. 2003;88(11):1245–52.
  17. van Lochem EG, van der Velden VH, Wind HK, et al. Immunophenotypic differentiation patterns of normal hematopoiesis in human bone marrow: reference patterns for age-related changes and disease-induced shifts. Cytometry B Clin Cytom. 2004;60B(1):1–13. doi: 10.1002/cyto.b.20008.
  18. Lee RV, Braylan RC, Rimsza LM. CD58 expression decreases as nonmalignant B cells mature in bone marrow and is frequently overexpressed in adult and pediatric precursor B-cell acute lymphoblastic leukemia. Am J Clin Pathol. 2005;123(1):119–24. doi: 1309/x5vv6fkjq6mublpx.
  19. Robillard N, Cave H, Mechinaud F, et al. Four-color flow cytometry bypasses limitations of IG/TCR polymerase chain reaction for minimal residual disease detection in certain subsets of children with acute lymphoblastic leukemia. Haematologica. 2005;90(11):1516–23.
  20. Seegmiller AC, Kroft SH, Karandikar NJ, McKenna RW. Characterization of immunophenotypic aberrancies in 200 cases of B acute lymphoblastic leukemia. Am J Clin Pathol. 2009;132(6):940–9. doi: 10.1309/AJCP8G5RMTWUEMUU.
  21. Sedek L, Bulsa J, Sonsala A, et al. The immunophenotypes of blast cells in B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia: how different are they from their normal counterparts. Cytometry B Clin Cytom. 2014;86(5):329–39. doi: 10.1002/cyto.b.21176.
  22. Hulspas R, O’Gorman MRG, Wood BL, et al. Consideration for the control of background fluorescence in clinical flow cytometry. Cytometry B Clin Cytom. 2009;76В(6):355–64. doi: 10.1002/cyto.b.20485.
  23. Hrusak O, Porwit-MacDonald A. Antigen expression patterns reflecting genotype of acute leukemias. Leukemia. 2002;16(7):1233–58. doi: 10.1038/sj.leu.2402504.
  24. Попов А.М., Цаур Г.А., Вержбицкая Т.Ю. и др. Иммунофенотипическая характеристика острого лимфобластного лейкоза у детей первого года жизни. Онкогематология. 2012;7(2):14–24. doi: 17650/1818-8346-2012-7-2-14-24.
    [Popov AM, Tsaur GA, Verzhbitskaya TY, et al. Immunophenotypic investigation of infant acute lymphoblastic leukemia. Oncohematology. 2012;7(2):14–24. doi: 10.17650/1818-8346-2012-7-2-14-24. (In Russ)]
  25. Fuda FS, Karandikar NJ, Chen W. Significant CD5 expression on normal stage 3 hematogones and mature B-lymphocytes in bone marrow. Am J Clin Pathol. 2009;132(5):733–7. doi: 10.1309/AJCPU5E3NXEKLFIY.
  26. Gaipa G, Basso G, Maglia O, et al. Drug-induced immunophenotypic modulation in childhood ALL: implications for minimal residual disease detection. Leukemia. 2005;19(1):49–56. doi: 10.1038/sj.leu.2403559.
  27. Gaipa G, Basso G, Ratei R, et al. Reply to van der Sluijs-Gelling, et al. Leukemia. 2005;19(12):2351–2. doi: 10.1038/sj.leu.2403912.
  28. van der Sluijs-Gelling AJ, van der Velden VHJ, Roeffen ETJM, et al. Immunophenotypic modulation in childhood precursor-B-ALL can be mimicked in vitro and is related to the induction of cell death. Leukemia. 2005;19(10):1845–7. doi: 10.1038/sj.leu.2403911.
  29. Dworzak MN, Schumich A, Printz D, et al. CD20 up-regulation in pediatric B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia during induction treatment: setting the stage for anti-CD20 directed immunotherapy. Blood. 2008;112(10):3982–8. doi: 10.1182/blood-2008-06-
  30. Gaipa G, Basso G, Aliprandi S, et al. Prednisone induces immunophenotypic modulation of CD10 and CD34 in nonapoptotic B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia cells. Cytometry B Clin Cytom. 2008;74B(3):150–5. doi: 10.1002/cyto.b.20408.
  31. Попов А.М., Вержбицкая Т.Ю., Цаур Г.А. и др. Изменения иммунофенотипа опухолевых бластов при CD10-позитивном остром лимфобластном лейкозе у детей к 15-му дню индукционной терапии по протоколу ALL-MB-2008. Иммунология. 2010;31(2):60–4.
    [Popov AM, Verzhbitskaya TYu, Tsaur GA, et al. Changes of tumor blast immunophenotype in CD10-positive acute lymphoblastic leukemia in children by the 15th day of induction therapy according to the ALL-MB-2008 protocol. Immunologiya. 2010;31(2):60–4. (In Russ)]
  32. Мовчан Л.В., Шман Т.В., Белевцев М.В. и др. Изменение иммунофенотипа лейкемических клеток на этапах индукционной терапии острого лимфобластного лейкоза из предшественников В-лимфоцитов у детей. Вопросы гематологии/онкологии и иммунопатологии в педиатрии. 2011;10(1):21–6. [Movchan LV, Shman TV, Belevtsev MV, et al. Immunophenotypic modulation of the leukemic cells during induction therapy in children with B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia. Voprosy gematologii/onkologii i immunopatologii v pediatrii. 2011;10(1):21–6. (In Russ)]
  33. Dworzak MN, Gaipa G, Schumich A, et al. Modulation of antigen expression in B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia during induction therapy is partly transient: evidence for a drug-induced regulatory phenomenon. Results of the AIEOP-BFM-ALL-FLOW-MRD-Study Group. Cytometry B Clin Cytom. 2010;78В(3):147–53. doi: 10.1002/cyto.b.20516.
  34. Borowitz MJ, Pullen DJ, Winick N, et al. Comparison of diagnostic and relapse flow cytometry phenotypes in childhood acute lymphoblastic leukemia: implications for residual disease detection: a report from the Children’s Oncology Group. Cytometry B Clin Cytom. 2005;68В(1):18–24. doi: 1002/cyto.b.20071.
  35. Liu YR, Chang Y, Fu JY, et al. Comparison of the immunophenotype of patients with B lineage acute lymphoblastic leukemia at diagnosis and relapse. Zhonghua Xue Ye Xue Za Zhi. 2006;27(5):335–8.
  36. Dworzak MN, Froschl G, Printz D, et al. Prognostic significance and modalities of flow cytometric minimal residual disease detection in childhood acute lymphoblastic leukemia. Blood. 2002;99(6):1952–8. doi: 10.1182/blood.v99.6.1952.
  37. Coustan-Smith E, Ribeiro RC, Stow P, et al. A simplified flow cytometric assay identifies children with acute lymphoblastic leukemia who have a superior clinical outcome. Blood. 2006;108(1):97–102. doi: 1182/blood-2006-01-0066.
  38. Попов А.М., Вержбицкая Т.Ю., Цаур Г.А. и др. Ограниченная возможность применения упрощенного подхода для определения минимальной остаточной болезни методом проточной цитометрии у детей с острым лимфобластным лейкозом из B-линейных предшественников. Клиническая лабораторная диагностика. 2011;3:25–9.
    [Popov AM, Verzhbitskaya TYu, Tsaur GA, et al. Limited potential for use of simplified approach for determining minimal residual disease by means of flow cytometry in children with acute lymphoblastic leukemia from B-linear precursors. Klinicheskaya laboratornaya diagnostika. 2011;3:25–9. (In Russ)]
  39. Porwit-MacDonald A, Bjorklund E, Lucio P, et al. BIOMED-1 concerted action report: flow cytometric characterization of CD7+ cell subsets in normal bone marrow as a basis for the diagnosis and follow-up of T cell acute lymphoblastic leukemia (T-ALL). Leukemia. 2000;14(5):816–25. doi: 1038/sj.leu.2401741.
  40. Dworzak MN, Fritsch G, Buchinger P, et al. Flow cytometric assessment of human MIC2 expression in bone marrow, thymus, and peripheral blood. Blood. 1994;83(2):415–25.
  41. Dworzak MN, Fritsch G, Fleischer C, et al. CD99 (MIC2) expression in paediatric B-lineage leukaemia/lymphoma reflects maturation-associated patterns of normal B-lymphopoiesis. Br J Haematol. 1999;105(3):690–5. doi:1046/j.1365-2141.1999.01426.x.
  42. Dworzak MN, Froschl G, Printz D, et al. CD99 expression in T-lineage ALL: implications for flow cytometric detection of minimal residual disease. Leukemia. 2004;18(4):703–8. doi:1038/sj.leu.2403303.
  43. Roshal M, Fromm JR, Winter S, et al. Immaturity associated antigens are lost during induction for T cell lymphoblastic leukemia: implications for minimal residual disease detection. Cytometry B Clin Cytom. 2010;78В(3):139–46. doi: 10.1002/cyto.b.20511.
  44. Lund-Johansen F, Terstappen LW. Differential surface expression of cell adhesion molecules during granulocyte maturation. J Leuk Biol. 1993;54(1):47–55.
  45. Terstappen LW, Huang S, Picker LJ. Flow cytometric assessment of human T-cell differentiation in thymus and bone marrow. B 1992;79(3):666–77.
  46. Aalbers AM, van den Heuvel-Eibrink MM, Baumann I, et al. Bone marrow immunophenotyping by flow cytometry in refractory cytopenia of childhood. Haematologica. 2015;100(3):315–23. doi: 10.3324/haematol.2014.107706.
  47. Feng B, Verstovsek S, Jorgensen JL, Lin P. Aberrant myeloid maturation identified by flow cytometry in primary myelofibrosis. Am J Clin Pathol. 2010;133(2):314–20. doi: 10.1309/AJCPNC99DHXIOOTD.
  48. Loken MR, Chu S-Ch, Fritschle W, et al. Normalization of bone marrow aspirates for hemodilution in flow cytometric analyses. Cytometry B Clin Cytom. 2009;76В(1):27–36. doi: 10.1002/cyto.b.20429.
  49. Kussick SJ, Wood BL. Using 4-color flow cytometry to identify abnormal myeloid populations. Arch Pathol Lab Med. 2003;127(9):1140–7.
  50. Leandro MJ, Cooper N, Cambridge G, et al. Bone marrow B-lineage cells in patients with rheumatoid arthritis following rituximab therapy. Rheumatology (Oxford). 2007;46(1):29–36. doi: 10.1093/rheumatology/kel148.
  51. Rehnberg M, Amu S, Tarkowski A, et al. Short- and long-term effects of anti-CD20 treatment on B cell ontogeny in bone marrow of patients with rheumatoid arthritis. Arthritis Res Ther. 2009;11(4):R123. doi: 10.1186/ar2789.
  52. Nakou M, Katsikas G, Sidiropoulos P, et al. Rituximab therapy reduces activated B cells in both the peripheral blood and bone marrow of patients with rheumatoid arthritis: depletion of memory B cells correlates with clinical response. Arthritis Res Ther. 2009;11(4):R131. doi: 10.1186/ar2798.
  53. Borowitz MJ. Minimal residual disease detection in childhood ALL. Haematopoiesis Immunology. 2010;7(1):24–35.
  54. Вержбицкая Т.Ю., Попов А.М., Томилов А.Ф. и др. Определение опухолевых клеток в спинномозговой жидкости у детей с острыми лейкозами методом проточной цитометрии. Вопросы диагностики в педиатрии. 2012;5:31–5.
    [Verzhbitskaya TYu, Popov AM, Tomilov AF, et al. Detection of tumor cells in cerebrospinal fluid in children with acute leukemias using flow cytometry. Voprosy diagnostiki v pediatrii. 2012;5:31–5. (In Russ)]