антрациклиновые антибиотики

Терафтал (натриевая соль 4,5-октакарбоксифталоцианина кобальта) снижает чувствительность опухолевых клеток к антрациклиновым антибиотикам и митоксантрону in vitro

ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ , , , , , ,

Т.А. Сидорова1, О.О. Рябая1, В.В. Татарский1, Д.А. Хоченков1, Е.С. Иванова1, О.Л. Калия2

1 ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России, Каширское ш., д. 24, Москва, Российская Федерация, 115478

2 ФГУП ГНЦ «НИОПИК», ул. Б. Садовая, д. 1, корп. 4, Москва, Российская Федерация, 123995

Для переписки: Татьяна Александровна Сидорова, канд. мед. наук, Каширское ш., д. 24, Москва, Российская Федерация, 115478; e-mail: tatsid@yahoo.com

Для цитирования: Сидорова Т.А., Рябая О.О., Татарский В.В. и др. Терафтал (натриевая соль 4,5-октакарбоксифталоцианина кобальта) снижает чувствительность опухолевых клеток к антрациклиновым антибиотикам и митоксантрону in vitro. Клиническая онкогематология. 2018;11(1):10–25.

DOI: 10.21320/2500-2139-2018-11-1-10-25

РЕФЕРАТ

Обоснование. Антрациклиновые антибиотики (АА) широко используются в клинической онкогематологии. Известно, что цитотоксичность АА снижается в присутствии гемина (FePPIX), эндогенного металлопорфирина.

Цель. Выяснить влияние терафтала (ТФ) и его структурного аналога FePPIX на степень цитотоксичности препаратов «антрахинонового» ряда — АА и митоксантрона (MiTOX) — in vitro.

Материалы и методы. В работе были использовались лейкозные клетки человека линии K562 и клетки аденокарциномы линии НСТ 116. Способность ТФ защищать опухолевые клетки от гибели, индуцированной АА, оценивали с помощью МТТ-метода, проточной цитометрии, световой микроскопии, цитохимического метода определения экспрессии b-галактозидазы с использованием в качестве субстрата X-Gal, ДНК-электрофореза, выхода ЛДГ, ОТ-ПЦР в реальном времени, радиометрического метода.

Результаты. По нашим данным, в присутствии ТФ (10 мкмоль/л) цитотоксичность АА и MiTOX снижается в среднем в 4 и 20 раз соответственно. Защитные свойства ТФ зависят от химической структуры АА. В присутствии ТФ токсичность акларубицина не меняется. В основе защиты ТФ/FePPIX от цитотоксичности АА может участвовать один и тот же механизм, который связан со снижением способности клеток, в т. ч. опухолевых при лейкозе, «накапливать» АА в присутствии модуляторов. ТФ/FePPIX «защищают» опухолевые клетки человека от гибели, индуцированной АА: апоптоза, некроза и преждевременного старения (АS). АS-сценарий, индуцированный в лейкозных клетках линии K562 комбинацией AA + ТФ/FePPIX, завершается появлением колоний суспензионных «маленьких» клеток. Вeclin-лизосомальный путь аутофагии не участвует в механизме снижения токсичности АА для клеток линии K562 в присутствии ТФ.

Заключение. Снижение цитотоксичности АА и возобновление роста популяции опухолевых клеток в присутствии ТФ и FePPIX следует учитывать при использовании гематопорфиринов и фталоцианинов, близких по структуре к ТФ, в качестве сенсибилизаторов в клинических протоколах.

Ключевые слова: антрациклиновые антибиотики, митоксантрон, терафтал, гемин, опухолевые клетки человека, препарат-индуцированное старение, аутофагия.

Получено: 2 июля 2017 г.

Принято в печать: 13 ноября 2017 г.

Читать статью в PDF 

ЛИТЕРАТУРА

  1. Arcamone FM. Fifty years of chemical research at Farmitalia. Chemistry. 2009;15(32):7774–91. doi: 10.1002/chem.200900292.
  2. Gewirtz DA. A critical evaluation of the mechanisms of action proposed for the antitumor effects of the anthracycline antibiotics adriamycin and daunorubicin. Biochem Pharmacol. 1999;57(7):727–41. doi: 10.1016/s0006-2952(98)00307-4.
  3. Doroshow JH. Anthracycline antibiotic-stimulated superoxide, hydrogen peroxide, and hydroxyl radical production by NADH dehydrogenase. Cancer Res. 1983;43(10):4543–51.
  4. Doroshow JH, Davies KJ. Redox cycling of anthracyclines by cardiac mitochondria. II. Formation of superoxide anion, hydrogen peroxide, and hydroxyl radical. J Biol Chem. 1986;261(7):3068–74.
  5. Demant EJ. Inactivation of cytochrome c oxidase activity in mitochondrial membranes during redox cycling of doxorubicin. Biochem Pharmacol. 1991;41(4):543–52. doi: 10.1016/0006-2952(91)90626-g.
  6. Sinha BK, Mason RP. Is Metabolic Activation of Topoisomerase II Poisons Important In The Mechanism Of Cytotoxicity? J Drug Metab Toxicol. 2015;6(3):186. doi: 10.4172/2157-7609.1000186.
  7. Robinson NC. Functional binding of cardiolipin to cytochrome c oxidase. J Bioenerg Biomembr. 1993;25(2):153–63. doi: 10.1007/bf00762857.
  8. Nicolay K, de Kruijff B. Effects of adriamycin on respiratory chain activities in mitochondria from rat liver, rat heart and bovine heart. Evidence for a preferential inhibition of complex III and IV. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1987;892(3):320–30. doi: 10.1016/0005-2728(87)90236-2.
  9. Claypool SM, Koehler CM. The complexity of cardiolipin in health and disease. Trends Biochem Sci. 2012;37(1):32–41. doi: 10.1016/j.tibs.2011.09.003.
  10. Paradies G, Paradies V, De Benedictis V, et al. Functional role of cardiolipin in mitochondrial bioenergetics. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 2014;1837(4):408–17. doi: 10.1016/j.bbabio.2013.10.006.
  11. Kagan VE, Bayir HA, Belikova NA, et al. Cytochrome c/cardiolipin relations in mitochondria: a kiss of death. Free Radic Biol Med. 2009;46(11):1439–53. doi: 10.1016/j.freeradbiomed.2009.03.004.
  12. Petrosillo G, Casanova G, Matera M, et al. Interaction of peroxidized cardiolipin with rat-heart mitochondrial membranes: induction of permeability transition and cytochrome c release. FEBS Lett. 2006;580(27):6311–6. doi: 10.1016/j.febslet.2006.10.036.
  13. Frost B-M, Eksborg S, Bjork O, et al. Pharmacokinetics of doxorubicin in children with acute lymphoblastic leukemia: multi-institutional collaborative study. Med Pediatr Oncol. 2002;38(5):329–37. doi: 10.1002/mpo.10052.
  14. Toldo S, Goehe RW, Lotrionte M, et al. Comparative cardiac toxicity of anthracyclines in vitro and in vivo in the mouse. PLoS One. 2013;8(3):e58421. doi: 10.1371/journal.pone.0058421.
  15. Wang Z, Wang J, Xie R, et al. Mitochondria-derived reactive oxygen species play an important role in doxorubicin-induced platelet apoptosis. Int J Mol Sci. 2015;6(5):11087–100. doi: 10.3390/ijms160511087.
  16. Heart EA, Karandrea S, Liang X, et al. Mechanisms of Doxorubicin Toxicity in Pancreatic β-Cells. Toxicol Sci. 2016;152(2):395–405. doi: 10.1093/toxsci/kfw096.
  17. Wu X, Hasinoff BB. The antitumor anthracyclines doxorubicin and daunorubicin do not inhibit cell growth through the formation of iron-mediated reactive oxygen species. Anticancer Drugs. 2005;16(1):93–9. doi: 10.1097/00001813-200501000-00014.
  18. Tarasiuk J, Frezard F, Garnier-Suillerot A, Gattegno L. Anthracycline incorporation in human lymphocytes. Kinetics of uptake and nuclear concentration. Biochim Biophys Acta. 1989;1013(2):109–17. doi: 10.1016/0167-4889(89)90038-4.
  19. Swift LP, Rephaeli A, Nudelman A, et al. Doxorubicin-DNA adducts induce a non-topoisomerase II-mediated form of cell death. Cancer Res. 2006;66(9):4863–71. doi: 10.1158/0008-5472.can-05-3410.
  20. Skladanowski A, Konopa J. Interstrand DNA crosslinking induced by anthracyclines in tumour cells. Biochem Pharmacol. 1994;47(12):2269–78. doi: 10.1016/0006-2952(94)90265-8.
  21. Tewey KM, Rowe TC, Yang L, et al. Adriamycin-induced DNA damage mediated by mammalian DNA topoisomerase II. Science. 1984;226(4673):466–8. doi: 10.1126/science.6093249.
  22. Mordente A, Meucci E, Martorana GE, et al. Topoisomerases and Anthracyclines: Recent Advances and Perspectives in Anticancer Therapy and Prevention of Cardiotoxicity. Curr Med Chem. 2017;24(15):1607–26. doi: 10.2174/0929867323666161214120355.
  23. Hajji N, Mateos S, Pastor N, et al. Induction of genotoxic and cytotoxic damage by aclarubicin, a dual topoisomerase inhibitor. Mutat Res. 2005;583(1):26–35. doi: 10.1016/j.mrgentox.2005.01.012.
  24. Nitiss JL, Pourquier P, Pommier Y. Aclacinomycin A stabilizes topoisomerase I covalent complexes. Cancer Res. 1997;57(20):4564–9.
  25. Bridewell DJ, Finlay GJ, Baguley BC. Differential actions of aclarubicin and doxorubicin: the role of topoisomerase I. Oncol Res. 1997;9(10):535–42.
  26. Bogason A, Bhuiyan H, Masquelier M, et al. Uptake of anthracyclines in vitro and in vivo in acute myeloid leukemia cells in relation to apoptosis and clinical response. Eur J Clin Pharmacol. 2009;65(12):1179–86. doi: 10.1007/s00228-009-0734-4.
  27. Dartsch DC, Schaefer A, Boldt S, et al. Comparison of anthracycline-induced death of human leukemia cells: programmed cell death versus necrosis. Apoptosis. 2002;7(6):537–48. doi: 10.1023/a:1020647211557.
  28. Koceva-Chyla A, Jedrzejczak M, Skierski J, et al. Mechanisms of induction of apoptosis by anthraquinone anticancer drugs aclarubicin and mitoxantrone in comparison with doxorubicin: relation to drug cytotoxicity and caspase-3 activation. Apoptosis. 2005;10(6):1497–514. doi: 10.1007/s10495-005-1540-9.
  29. Chang BD, Broude EV, Dokmanovic M, et al. A senescence-like phenotype distinguishes tumor cells that undergo terminal proliferation arrest after exposure to anticancer agents. Cancer Res. 1999;59(15):3761–7.
  30. te Poele RH, Okorokov AL, Jardine L, et al. DNA damage is able to induce senescence in tumor cells in vitro and in vivo. Cancer Res. 2002;62(6):1876–83.
  31. Czyz M, Jakubowska J, Sztiller-Sikorska M. STI571/doxorubicin concentration-dependent switch for diverse caspase actions in CML cell line K562. Biochem Pharmacol. 2008;75(9):1761–73. doi: 10.1016/j.bcp.2008.02.004.
  32. Yang MY, Lin PM, Liu YC, et al. Induction of cellular senescence by doxorubicin is associated with upregulated miR-375 and induction of autophagy in K562 cells. PLoS One. 2012;7(5):e37205. doi: 10.1371/journal.pone.0037205.
  33. Mayer P, Gorisse MC, Carpentier Y, Desoize B. Effects of aclarubicin on growth, differentiation and apoptosis of tumor cells in vitro. Bull Cancer. 1994;81(8):670–6.
  34. Rogalska A, Koceva-Chyla A, Jozwiak Z. Aclarubicin-induced ROS generation and collapse of mitochondrial membrane potential in human cancer cell lines. Chem Biol Interact. 2008;176(1):58–70. doi: 10.1016/j.cbi.2008.07.002.
  35. Maejima Y, Adachi S, Ito H, et al. Induction of premature senescence in cardiomyocytes by doxorubicin as a novel mechanism of myocardial damage. Aging Cell. 2008;7(2):125–36. doi: 10.1111/j.1474-9726.2007.00358.x.
  36. Sultana R, Di Domenico F, Tseng M, et al. Doxorubicin-induced thymus senescence. J Proteome Res. 2010;9(12):6232–41. doi: 10.1021/pr100465m.
  37. Litwiniec A, Grzanka A, Helmin-Basa A, et al. Features of senescence and cell death induced by doxorubicin in A549 cells: organization and level of selected cytoskeletal proteins. J Cancer Res Clin Oncol. 2010;136(5):717–36. doi: 10.1007/s00432-009-0711-4.
  38. Eom YW, Kim MA, Park SS, et al. Two distinct modes of cell death induced by doxorubicin: apoptosis and cell death through mitotic catastrophe accompanied by senescence-like phenotype. Oncogene. 2005;24(30):4765–77. doi: 10.1038/sj.onc.1208627.
  39. Joyner DE, Bastar JD, Randall RL. Doxorubicin induces cell senescence preferentially over apoptosis in the FU-SY-1 synovial sarcoma cell line. J Orthop Res. 2006;24(6):1163–9. doi: 10.1002/jor.20169.
  40. Zingoni A, Cecere F, Vulpis E, et al. Genotoxic Stress Induces Senescence-Associated ADAM10-Dependent Release of NKG2D MIC Ligands in Multiple Myeloma Cells. J Immunol. 2015;195(2):736–48. doi: 10.4049/jimmunol.1402643.
  41. Dabritz JH, Yu Y, Milanovic M, et al. CD20-Targeting Immunotherapy Promotes Cellular Senescence in B-Cell Lymphoma. Mol Cancer Ther. 2016;15(5):1074–81. doi: 10.1158/1535-7163.MCT-15-0627.
  42. Gewirtz DA, Alotaibi M, Yakovlev VA, Povirk LF. Tumor Cell Recovery from Senescence Induced by Radiation with PARP Inhibition. Radiat Res. 2016;186(4):327–32. doi: 10.1667/rr14437.1.
  43. Glick D, Barth S, Macleod KF. Autophagy: cellular and molecular mechanisms. J Pathol. 2010;221(1):3–12. doi: 10.1002/path.2697.
  44. Kang R, Zeh HJ, Lotze MT, Tang D. The Beclin 1 network regulates autophagy and apoptosis. Cell Death Differ. 2011;18(4):571–80. doi: 10.1038/cdd.2010.191.
  45. Gewirtz DA. Autophagy and senescence in cancer therapy. J Cell Physiol. 2014;229(1):6–9. doi: 10.1002/jcp.24420.
  46. Svensson SP, Lindgren S, Powell W, Green H. Melanin inhibits cytotoxic effects of doxorubicin and daunorubicin in MOLT 4 cells. Pigment Cell Res. 2003;16(4):351–4. doi: 10.1034/j.1600-0749.2003.00030.x.
  47. Heaney ML, Gardner JR, Karasavvas N, et al. Vitamin C antagonizes the cytotoxic effects of antineoplastic drugs. Cancer Res. 2008;68(19):8031–8. doi: 10.1158/0008-5472.can-08-1490.
  48. Tsiftsoglou AS, Wong W, Wheeler C, et al. Prevention of anthracycline-induced cytotoxicity in hemopoietic cells by hemin. Cancer Res. 1986;46(7):3436–40.
  49. Tsiftsoglou AS, Wong W, Robinson SH. Analysis of hemin-induced protection of human hemopoietic cells from the cytotoxic effects of anthracyclines. Cancer Res. 1988;48(13):3566–70.
  50. Papadopoulou LC, Tsiftsoglou AS. Mitochondrial cytochrome c oxidase as a target site for daunomycin in K-562 cells and heart tissue. Cancer Res. 1993;53(5):1072–8.
  51. Papadopoulou LC, Tsiftsoglou AS. Effects of hemin on apoptosis, suppression of cytochrome c oxidase gene expression, and bone-marrow toxicity induced by doxorubicin (adriamycin). Biochem Pharmacol. 1996;52(5):713–22. doi: 10.1016/0006-2952(96)00349-8.
  52. Nagai T, Kikuchi S, Ohmine K, et al. Hemin reduces cellular sensitivity to imatinib and anthracyclins via Nrf2. J Cell Biochem. 2008;104(2):680–91. doi: 10.1002/jcb.21659.
  53. Bohmer RM, Hoffmann K, Morstyn G. Hematoporphyrin derivative and anthracyclines mutually inhibit cellular uptake and toxicity. Cancer Chemother Pharmacol. 1987;20(1):16–20. doi: 10.1007/bf00252953.
  54. Сидорова Т.А., Какпакова Е.С., Власенкова Н.К. и др. Различная реакция на терафтал культивируемых in vitro клеток, экспрессирующих Р-гликопротеин, и клеток, не экспрессирующих этот белок. Цитология. 2001;43:889–90.
    [Sidorova TA, Kakpakova ES, Vlasenkova NK, et al. Differences in teraphtal response of in vitro cultured cells expressing P-glycoprotein and those without this expression. Tsitologiya. 2001;43:889–90. (In Russ)]
  55. Сидорова Т.А., Вагида М.С., Калия О.Л., Герасимова Г.К. Роль каталазы в защите опухолевых клеток от окислительного стресса, индуцированного бинарной каталитической системой «терафтал + аскорбиновая кислота». Клиническая онкогематология. 2014;7(3):282–9.
    [Sidorova TA, Vagida MS, Kaliya OL, Gerasimova GK. Role of catalase in protection of cancer cells from oxidative stress induced by binary catalytic system “teraphtal + ascorbic acid”. Klinicheskaya onkogematologiya. 2014;7(3):282–9. (In Russ)]
  56. Dimri GP, Lee X, Basile G, et al. A biomarker that identifies senescent human cells in culture and in aging skin in vivo. Proc Natl Acad Sci USA. 1995;92(20):9363–7. doi: 10.1073/pnas.92.20.9363.
  57. Ling YH, Priebe W, Perez-Soler R. Apoptosis induced by anthracycline antibiotics in P388 parent and multidrug-resistant cells. Cancer Res. 1993;53(8):1845–52.
  58. Cummings BS, Schnellmann RG. Measurement of cell death in mammalian cells. Curr Protoc Pharmacol. 2004;25(12.8):12.8.1–22. doi: 10.1002/0471141755.ph1208s25.
  59. Pommier Y, Leo E, Zhang H, Marchand C. DNA topoisomerases and their poisoning by anticancer and antibacterial drugs. Chem Biol. 2010;17(5):421–33. doi: 10.1016/j.chembiol.2010.04.012.
  60. Сидорова Т.А., Пятакова Н.В., Северина И.С. и др. Растворимая гуанилатциклаза (рГЦ) в реализации гипотензивного и антиагрегантного эффектов терафтала (ТФ, натриевая соль 4,5-октакарбоксифталоцианина кобальта). Клиническая онкогематология. 2016;9(2):138–47. doi: 10.21320/2500-2139-2016-9-2-138-147.
    [Sidorova TA, Pyatakova NV, Severina IS, et al. Soluble Guanylyl Cyclase (sGC) in Mechanisms of Hypotensive and Antiaggregatory Effects Induced by Teraphtal (TP, sodium salt 4,5-cardoxyphtalocyanin-cobalt). Clinical oncohematology. 2016;9(2):138–47. doi: 10.21320/2500-2139-2016-9-2-138-147. (In Russ)]
  61. Forrest RA, Swift LP, Rephaeli A, et al. Activation of DNA damage response pathways as a consequence of anthracycline-DNA adduct formation. Biochem Pharmacol. 2012;83(12):1602–12. doi: 10.1016/j.bcp.2012.02.026.
  62. Konopa J. G2 block induced by DNA crosslinking agents and its possible consequences. Biochem Pharmacol. 1988;37(12):2303–9. doi: 10.1016/0006-2952(88)90355-3.
  63. Barlogie B, Drewinko B, Johnston DA, Freireich EJ. The effect of adriamycin on the cell cycle traverse of a human lymphoid cell line. Cancer Res. 1976;36(6):1975–9.
  64. Mosieniak G, Sliwinska MA, Alster O, et al. Polyploidy Formation in Doxorubicin-Treated Cancer Cells Can Favor Escape from Senescence. Neoplasia. 2015;17(12):882–93. doi: 10.1016/j.neo.2015.11.008.
  65. Wu PC, Wang Q, Grobman L, et al. Accelerated cellular senescence in solid tumor therapy. Exp Oncol. 2012;34(3):298–305.
  66. Zucker RM, Adams DJ, Bair KW, Elstein KH. Polyploidy induction as a consequence of topoisomerase inhibition. A flow cytometric assessment. Biochem Pharmacol. 1991;42(11):2199–208. doi: 10.1016/0006-2952(91)90357-b.
  67. McGahon AJ, Brown DG, Martin SJ, et al. Downregulation of Bcr-Abl in K562 cells restores susceptibility to apoptosis: characterization of the apoptotic death. Cell Death Differ. 1997;4(2):95–104. doi: 10.1038/sj.cdd.4400213.
  68. Masquelier M, Zhou QF, Gruber A, Vitols S. Relationship between daunorubicin concentration and apoptosis induction in leukemic cells. Biochem Pharmacol. 2004;67(6):1047–56. doi: 10.1016/j.bcp.2003.10.025.
  69. Nagai K, Nagasawa K, Koma M, et al. Contribution of an unidentified sodium-dependent nucleoside transport system to the uptake and cytotoxicity of anthracycline in mouse M5076 ovarian sarcoma cells. Biochem Pharmacol. 2006;71(5):565–73. doi: 10.1016/j.bcp.2005.11.017.
  70. Aniogo EC, George BPA, Abrahamse H. Phthalocyanine induced phototherapy coupled with doxorubicin; a promising novel treatment for breast cancer. Expert Rev Anticancer Ther. 2017;17(8):693–702. doi: 10.1080/14737140.2017.1347505.