Диагностика острых лимфобластных лейкозов из Т-линейных предшественников и подходы к мониторингу минимальной остаточной болезни

О.А. Чернышева, Л.Ю. Гривцова, И.Н. Серебрякова, Н.А. Купрышина, Е.Н. Шолохова, М.А. Шервашидзе, А.Д. Палладина, Б.В. Курдюков, А.В. Попа, Н.Н. Тупицын

ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава России, Каширское ш., д. 24, Москва, Российская Федерация, 115478

Для переписки: Ольга Алексеевна Чернышева, Каширское ш., д. 24, Москва, Российская Федерация, 115478; тел.: +7(499)324-14-30; e-mail: beznos.olga@gmail.com

Для цитирования: Чернышева О.А., Гривцова Л.Ю., Серебрякова И.Н. и др. Диагностика острых лимфобластных лейкозов из Т-линейных предшественников и подходы к мониторингу минимальной остаточной болезни. Клиническая онкогематология. 2019;12(1):79–85.

DOI: 10.21320/2500-2139-2019-12-1-79-85


РЕФЕРАТ

Актуальность. Минимальная остаточная болезнь (МОБ) — независимый фактор прогноза при острых лимфобластных лейкозах (ОЛЛ) у детей. При иммунологической оценке количества клеток МОБ основой является аберрантный иммунофенотип опухолевых лимфобластов, однако в случае ОЛЛ из Т-линейных предшественников (Т-ОЛЛ) четкие критерии аберрантности до сих пор не определены. В основу проточно-цитометрической оценки МОБ при Т-ОЛЛ могут быть положены особенности нормального Т-клеточного онтогенеза, а именно отсутствие в костном мозге нормальных Т-линейных предшественников (Т-ЛП).

Цель. Оценить возможности выявления МОБ иммунологическим методом проточной цитометрии на основании иммунофенотипа Т-ЛП на 15-й и 33-й дни терапии у детей с Т-ОЛЛ.

Материалы и методы. В анализ включены данные по первичному иммунофенотипу и оценке МОБ на 15-й и 33-й дни лечения 31 больного с Т-ОЛЛ в возрасте 2–17 лет. В большинстве случаев (61,3 %) выявлен кортико-тимоцитарный иммуноподвариант ОЛЛ, в остальных (38,7 %) — пре-Т-клеточный. Диагноз устанавливался по совокупности морфоцитохимического и иммунологического исследований костного мозга. При оценке МОБ-статуса морфологическое и иммунологическое исследования пунктата костного мозга проводились параллельно из одной пробирки. Все больные, включенные в исследование, проходили лечение в НИИ детской онкологии и гематологии ФГБУ «НМИЦ онкологии им. Н.Н. Блохина» Минздрава РФ согласно протоколу ALL IC-BFM 2009.

Результаты. Показано, что для оценки МОБ на всех этапах терапии может применяться единый иммунологический подход, основанный на выявлении клеток с иммунофенотипом cyCD3+CD7+/++smCD3 (Т-ЛП). Важно использование правильных клонов моноклональных антител для выявления цитоплазматической и мембранной молекул CD3 (UCHT1 и SK7 соответственно). В группу стандартного риска не включен ни один больной. Большинство пациентов (76,2 %), проходивших лечение по протоколу ALL IC-BFM 2009, составили группу промежуточного риска на 15-й день терапии. К 33-му дню 25 % из них перешли в группу высокого риска.

Заключение. Возможности многоцветной проточной цитометрии позволяют наиболее полно охарактеризовать первичный иммунофенотип опухолевых Т-лимфобластов для дальнейшего поиска лейкоз-ассоциированных иммунофенотипов. Благодаря особенностям онтогенеза нормальных Т-клеток можно унифицировать иммунологические подходы к оценке МОБ на всех этапах терапии Т-ОЛЛ.

Ключевые слова: Т-линейные острые лимфобластные лейкозы, многоцветная проточная цитометрия, минимальная остаточная болезнь, лейкоз-ассоциированный иммунофенотип.

Получено: 21 июня 2018 г.

Принято в печать: 18 декабря 2018 г.

Читать статью в PDF 


ЛИТЕРАТУРА

  1. Clavell LA, Gelber RD, Cohen HJ. et al. A. Four-agent induction and intensive asparaginase therapy for treatment of childhood acute lymphoblastic leukemia. N Engl J Med. 1986;315(11):657–63. doi: 10.1056/nejm198609113151101.

  2. Crist WM, Shuster JJ, Falletta J, et al. Clinical features and outcome in childhood T-cell leukemia-lymphoma according to stage of thymocyte differentiation: a Pediatric Oncology Group Study. Blood. 1988;72(6):1891–7.

  3. Ludwig WD, Harbott J, Bartram CR, et al. Incidence and prognostic significance of immunophenotypic subgroups in childhood acute lymphoblastic leukemia: experience of the BFM study 86. Rec Res Cancer Res. 1993;131:269–82. doi: 10.1007/978-3-642-84895-7_24.

  4. Pui CH, Behm FG, Crist WM. Clinical and biologic relevance of immunologic marker studies in childhood acute lymphoblastic leukemia. Blood. 1993;82(2):343–62.

  5. Uckun FM, Sensel MG, Sun L, et al. Biology and treatment of childhood T-lineage acute lymphoblastic leukemia. Blood. 1998;91(3):735–46.

  6. Бойченко Э.Г., Попов А.М., Макарова Т.А. и др. Острый лимфобластный лейкоз из ранних предшественников Т-клеток. Вопросы гематологии/онкологии и иммунопатологии в педиатрии. 2015;14(1):38–45.

    [Boichenko EG, Popov AM, Makarova TA, et al. Early T-cell precursor acute lymphoblastic leukemia. Voprosy gematologii/onkologii i immunopatologii v pediatrii. 2015;14(1):38–45. (In Russ)]

  7. Goldberg JM. Silverman LB, Levy DE, et al. Childhood T-cell acute lymphoblastic leukemia: the Dana-Farber Cancer Institute acute lymphoblastic leukemia consortium experience. J Clin Oncol. 20031;21(19):3616–22. doi:1200/JCO.2003.10.116.

  8. Moricke A, Reiter A, Zimmermann M, et al. Risk-adjusted therapy of acute lymphoblastic leukemia can decrease treatment burden and improve survival: treatment results of 2169 unselected pediatric and adolescent patients enrolled in the trial ALL-BFM 95. Blood. 2008;111(9):4477–89. doi: 10.1182/blood-2007-09-112920.

  9. Pui C-H, Evans WE. Treatment of acute lymphoblastic leukemia. N Engl J Med. 2006;354(2):166–78. doi: 10.1056/NEJMra052603.

  10. Basso G, Veltroni M, Valsecchi MG, et al. Risk of relapse of childhood acute lymphoblastic leukaemia is predicted by flow cytometric measurement of residual disease on day 15 bone marrow. J Clin Oncol. 2009;27(31):5168–74. doi: 10.1200/JCO.2008.20.8934.

  11. Borowitz M, Devidas M, Hunger SP, et al. Clinical significance of minimal residual disease in childhood acute lymphoblastic leukemia and its relationship to other prognostic factors: a Children’s oncology group study. Blood. 2008;111(12):5477–85. doi: 10.1182/blood-2008-01-132837.

  12. Schrappe M, Valsecchi MG, Bartram CR, et al. Late MRD response determines relapse risk overall and in subsets of childhood T-cell ALL: results of the AIEOP-BFM-ALL 2000 study. Blood. 2011;118(8):2077–84. doi: 10.1182/blood-2011-03-338707.

  13. Fronkova E, Mejstrikova E, Avigad S, et al. Minimal residual disease (MRD) analysis in the non-MRD-based ALL IC-BFM 2002 Protocol for childhood ALL: is it possible to avoid MRD testing? Leukemia. 2008;22(5):989–97. doi: 10.1038/leu.2008.22.

  14. van Dongen JJM, Seriu T, Panzer-Grumayer ER, et al. Prognostic value of minimal residual disease in acute lymphoblastic leukaemia in childhood. Lancet. 1998;352(9142):1731–8. doi: 10.1016/s0140-6736(98)04058-6.

  15. Безнос О.А., Гривцова Л.Ю., Попа А.В. и др. Определение минимальной остаточной болезни при В-линейных острых лимфобластных лейкозах с использованием подходов EuroFlow. Клиническая онкогематология. 2017;10(2):158–68. doi: 21320/2500-2139-2017-10-2-158-168.

    [Beznos OA, Grivtsova LYu, Popa AV, et al. Evaluation of Minimal Residual Disease in B-Lineage Acute Lymphoblastic Leukemia Using EuroFlow Approaches. Clinical oncohematology. 2017;10(2):158–68. doi: 10.21320/2500-2139-2017-10-2-158-168. (In Russ)]

  16. Jaffe ES, Campo E, Harris NL, et al. Introduction and overview of the classification of lymphoid neoplasms. In: Swerdlow SH, Campo E, Harris NL, et al. (eds) WHO Classification of Tumours of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. edited by. Lyon: IARC Press; рр. 189–98.

  17. Borowitz MJ, Chan JKC, Bene M-C, Arber DA. T-lymphoblastic leukemia/lymphoma. In: Swerdlow SH, Campo E, Harris NL, et al. (eds) WHO Classification of Tumours of Haematopoietic and Lymphoid Tissues. edited by. Lyon: IARC Press; рр. 209–12.

  18. Gelin, C. Aubrit F, Phalipon A, et al. The E2 antigen, a 32 kd glycoprotein involved in T-cell adhesion processes, is the MIC2 gene product. EMBO J. 1989;8(11):3253–9. doi: 10.1002/j.1460-2075.1989.tb08485.x.

  19. Dworzak MN, Fritsch G, Buchinger P, et al. Flow cytometric assessment of human MIC2 expression in bone marrow, thymus, and peripheral blood. Blood. 1994;83(2):415–25.

  20. Hamilton GA, Fellinger EJ, Schratter I, et al. Characterization of a human endocrine tissue and tumor-associated Ewing’s sarcoma antigen. Cancer Res. 1988;48(21):6127–31.

  21. Levy R, Dilley J, Fox RI, et al. A human thymus-leukemia antigen defined by hybridoma monoclonal antibodies. Proc Natl Acad Sci USA. 1979;76(12):6552–56. doi: 10.1073/pnas.76.12.6552.

  22. Bodger MP, Francis GE, Delia D, et al. A monoclonal antibody specific for immature human hemopoietic cells and T lineage cells. J Immunol. 1981;127(6):2269–74.

  23. Roshal M, Fromm JR, Winter S, et al. Immaturity associated antigens are lost during induction for T cell lymphoblastic leukemia: implications for minimal residual disease detection. Cytometry B: Clin Cytom. 2010;78B(3):139–46. doi: 10.1002/cyto.b.20511.

  24. Janossy G, Coustan-Smith E, Campana D. The reliability of cytoplasmic CD3 and CD22 antigen expression in the immunodiagnosis of acute leukemia: a study of 500 Leukemia. 1989;3(3):170–81.

Использование многоцветной проточной цитофлюориметрии в дифференциальном подсчете лейкоцитов: концепция HematoFlow

С.А. Луговская1, Ф.А. Дюков1, Е.В. Наумова1, И.Ю. Бугров1, А.И. Костин2

1 ФГБОУ ДПО «Российская медицинская академия непрерывного профессионального образования» Минздрава России, ул. Баррикадная, д. 2/1, Москва, Российская Федерация, 125993

2 ГБУЗ «НИИ скорой помощи им. Н.В. Склифосовского ДЗМ», Большая Сухаревская пл., д. 3, Москва, Российская Федерация, 129090

Для переписки: Светлана Алексеевна Луговская, д-р мед. наук, профессор, ул. Баррикадная, д. 2/1, Москва, Российская Федерация, 125993; тел.: +7(495)945-82-22; e-mail: slugovskaya@mail.ru

Для цитирования: Луговская С.А., Дюков Ф.А. Наумова Е.В. и др. Использование многоцветной проточной цитофлюориметрии в дифференциальном подсчете лейкоцитов: концепция HematoFlow. Клиническая онкогематология. 2018;11(4):319–25.

DOI: 10.21320/2500-2139-2018-11-4-319-325


РЕФЕРАТ

Цель. Разработать референсные интервалы для субпопуляций лейкоцитов периферической крови с использованием проточного цитометра Cytomics FC500 (Beckman Coulter) и реагента CytoDiffTM.

Материалы и методы. Исследования проведены в группе условно здоровых доноров (n = 315) на проточном цитометре Cytomics FC500 с использованием реагента CytoDiffTM, который представлен 5-цветным набором из 6 антител (CD36-FITC, CD2-PE, CD294-PE, CD19-ECD, CD16-Cy5, CD45-Cy7), позволяющим подсчитать 17 клеточных популяций.

Результаты. Получены референсные значения популяций лейкоцитов периферической крови с использованием многоцветной проточной цитометрии. В процессе работы у 1 первичного донора обнаружено лимфопролиферативное заболевание, которое в дальнейшем было подтверждено иммунофенотипированием; установлен диагноз В-клеточного хронического лимфолейкоза.

Заключение. Многоцветная проточная цитометрия с использованием CytoDiffTM — это новый шаг в оценке лейкоцитарной формулы, направленный во многом на то, чтобы в крупных лабораториях снизить число исследований мазков крови с использованием световой микроскопии, повысить объективность, точность и воспроизводимость результатов. Расширенная лейкоцитарная формула за счет субпопуляций лимфоцитов и моноцитов может представлять современный скрининг донорской крови, способный выявлять изменения в субпопуляционном составе лимфоцитов, что служит основанием для дальнейшего обследования донора.

Ключевые слова: многоцветная проточная цитометрия, референсные интервалы, лейкоцитарная формула.

Получено: 11 марта 2018 г.

Принято в печать: 5 июля 2018 г.

Читать статью в PDF 


ЛИТЕРАТУРА

  1. Koepke JA, van Assendelft OW, Brindza LJ, et al. Reference leukocyte (WBC) differential count (proportional) and evaluation of instrumental methods. Wayne, PA: CLSI; 2007. pp. 1–35.

  2. Rumke CL. Laboratory aids. Variability of results in differential cell counts on blood smears. Triangle. 1960;4:154–8.

  3. Novis DA, Walsh M, Wilkinson D, et al. Laboratory Productivity and the Rate of Manual Peripheral Blood Smear Review: A College of American Pathologists Q-Probes Study of 95,141 Complete Blood Count Determinations Performed in 263 Institutions. Arch Pathol Lab Med. 2006;130(5):596–601.

  4. Roussel M, Benard C, Ly-Sunnaram B, Fest T. Refining the white blood cell differential: The first flow cytometry routine application. Cytometry. 2010;77A(6):552–63. doi: 10.1002/cyto.a.20893.

  5. Roussel M, Davis BH, Fest T, Wood BL. Toward a reference method for leukocyte differential counts in blood: Comparison of three flow cytometric candidate methods. Cytometry. 2012;81A(11):973–82. doi: 10.1002/cyto.a.22092.

  6. Elghetany MT, Lacombe F. Physiologic variations in granulocytic surface antigen-expression: Impact of age, gender, pregnancy, race, and stress. J Leuk Biol. 2004;75(2):157–62. doi: 10.1189/jlb.0503245.

  7. Fromont P, Bettaieb A, Skouri H, et al. Frequency of the polymorphonuclear neutrophil Fc gamma receptor III deficiency in the French population and its involvement in the development of neonatal alloimmune neutropenia. Blood. 1992;79(8):2131–4.

  8. Meddws-Taylor S, Martin DJ, Tiemessen CT. Altered Expression of FcγRIII (CD16) on Polymorphonuclear Neutrophils from Individuals with Human Immunodeficiency Virus Type 1 Disease and Pulmonary Tuberculosis. Clin Diagn Lab Immunol. 1997;4(6):789–91.

  9. Faucher J-L, Lacronique-Gazaille C, Frebet E, et al. “6 Markers/5 Colors” Extended White Blood Cell Differential by Flow Cytometry. Cytometry Part A. 2007;71А(11):934–44. doi: 10.1002/cyto.a.20457.

  10. Huang CM, Yu LH, Pu CW, et al. Assessment of a five-color flow cytometric assay for verifying automated white blood cell differentials. Chin Med J. 2013;126(4):716–21.

  11. Qu C, Wang J, Pu C, et al. Efficiency of Leukocyte Differential Using Flow Cytometry with CytoDiff in Different Workflows. Clin Lab. 2017;63(4):659–68. doi: 10.7754/Clin.Lab.2017.161221.

Определение минимальной остаточной болезни при В-линейных острых лимфобластных лейкозах с использованием подходов EuroFlow

О.А. Безнос, Л.Ю. Гривцова, А.В. Попа, М.А. Шервашидзе, И.Н. Серебрякова, О.Ю. Баранова, Е.А Османов, Н.Н. Тупицын

ФГБУ «Российский онкологический научный центр им. Н.Н. Блохина» Минздрава России, Каширское ш., д. 24, Москва, Российская Федерация, 115478

Для переписки: Ольга Алексеевна Безнос, младший научный сотрудник, Каширское ш., д. 24, Москва, Российская Федерация, 115478; тел.: 8(916)480-03-35; e-mail: beznos.olga@gmail.com

Для цитирования: Безнос О.А., Гривцова Л.Ю., Попа А.В. и др. Определение минимальной остаточной болезни при В-линейных острых лимфобластных лейкозах с использованием подходов EuroFlow. Клиническая онкогематология. 2017;10(2):158–68.

DOI: 10.21320/2500-2139-2017-10-2-158-168


РЕФЕРАТ

Актуальность и цели. Оценка минимальной остаточной болезни (МОБ) на различных этапах химиотерапии — один из ключевых факторов прогноза и стратификации больных на группы риска при острых лимфобластных лейкозах (ОЛЛ). Основой определения МОБ как на 15-й день, так и на более поздних сроках терапии является выявление бластных клеток с лейкоз-ассоциированным иммунофенотипом. Цель — оценить возможности 8-цветных стандартизованных панелей консорциума EuroFlow и выявить на этапе первичной диагностики индивидуальные критерии мониторинга МОБ.

Материалы и методы. В анализ включены данные по первичному иммунофенотипу и оценке МОБ в процессе химиотерапии у 10 взрослых больных и 35 детей с установленным диагнозом ОЛЛ из B-линейных предшественников.

Результаты. Особенности фенотипа ОЛЛ на этапе первичной диагностики дают возможность наиболее полно охарактеризовать 8-цветные панели EuroFlow. Это позволяет отобрать наиболее информативные комбинации антигенов для дальнейшего мониторинга МОБ. В качестве наиболее часто встречающихся аберрантных иммунофенотипов бластных клеток при ОЛЛ могут быть рекомендованы комбинации с экспрессией антигенов CD58/CD38, CD81/СD9, а также оценка коэкспрессии пан-миелоидных антигенов CD13, CD33. В отношении В-линейных предшественников у детей на 15-й день индукционной химиотерапии кроме оценки количества В-линейных предшественников CD10+ и/или CD34+ целесообразно выявлять популяцию клеток TdT+ сyCD22+.

Заключение. Таким образом, 8-цветные панели EuroFlow позволяют не только детально охарактеризовать первичный иммунофенотип острого лейкоза, но и могут широко использоваться для выявления МОБ на всех этапах химиотерапии.

Ключевые слова: В-линейные острые лимфобластные лейкозы, многоцветная проточная цитометрия, минимальная остаточная болезнь.

Получено: 14 января 2017 г.

Принято в печать: 29 января 2017 г.

Читать статью в PDFpdficon


ЛИТЕРАТУРА

  1. Borowitz MJ, Devidas M, Hunger SP, et al. Clinical significance of minimal residual disease in children acute lymphoblastic leukemia and its relationship to the prognostic factors: a Children’s Oncology Group study. Blood. 2008;111(12):5477–85. doi: 10.1182/blood-2008-01-132837.
  2. Dworzak MN, Froschl G, Printz D, et al. Prognostic significance and modalities of flow cytometric minimal residual disease detection in childhood acute lymphoblastic leukemia. Blood. 2002;99(6):1952–8. doi: 10.1182/blood.V99.6.1952.
  3. Basso G, Veltroni M, Valsecchi MG, et al. Risk of relapse of childhood acute lymphoblastic leukemia is predicted by flow cytometric measurement of residual disease on day 15 bone marrow. J Clin Oncol. 2009;27(31):5168–74. doi: 10.1200/jco.2008.20.8934.
  4. Coustan-Smith E, Sancho J, Behm FG, et al. Prognostic importance of measuring early clearance of leukemic cells by flow cytometry in childhood acute lymphoblastic leukemia. Blood. 2002;100(1);52–8. doi: 10.1182/blood-2002-01-0006.
  5. Coustan-Smith E, Ribeiro RC, Stow P, et al. A simplified flow cytometric assay identifies children with acute lymphoblastic leukemia who have a superior clinical outcome. Blood. 2006;108(1):97–102. doi: 10.1182/blood-2006-01-0066.
  6. Schrappe M, Reiter A, Ludwig WD, et al. Improved outcome in childhood acute lymphoblastic leukemia despite reduced use of antracyclines and cranial radiotherapy: results of trial ALL-BFM 90. Blood. 2000;95(11):3310–22.
  7. Гривцова Л.Ю., Попа А.В., Купрышина Н.А. и др. Оценка минимальной резидуальной болезни при острых лимфобластных лейкозах из В-линейных предшественников у детей методом трехцветной проточной цитометрии. Иммунология гемопоэза. 2008;5(2):8–33. [Grivtsova LYu, Popa AV, Kupryshina NA, et al. Detection of minimal residual disease in children with B-cell precursor acute lymphoblastic leukemia with simplified protocols. Immunologiya gemopoeza. 2008;5(2):8–33. (In Russ)]
  8. Гривцова Л.Ю., Попа А.В., Серебрякова И.Н., Тупицын Н.Н. К дальнейшей стандартизации определения остаточных бластных клеток в костном мозге детей с В-линейными острыми лимфобластными лейкозами на 15-й день индукционной терапии. Иммунология гемопоэза. 2011;8(1):35–54. [Grivtsova LYu, Popa AV, Serebryakova IN, Tupitsyn NN. To further standardization in detection of residual blasts in bone marrow of children with B-cell acute lymphoblastic leukemia on Day 15 of induction therapy. Immunologiya gemopoeza. 2011;8(1):35–54. (In Russ)]
  9. van Dongen JJM, van der Velden VHJ, Bruggemann M, et al. Minimal residual disease diagnostics in acute lymphoblastic leukemia: need for sensitive, fast, and standardized technologies. Blood. 2015;125(26):3996–4009. doi: 10.1182/blood-2015-03-580027.
  10. van Dongen JJM, Lhermitte L, Bottcher S, et al. EuroFlow antibody panels for standardized n-dimensional flow cytometric immunophenotyping of normal, reactive and malignant leukocytes. Leukemia. 2012;26(9):1908–75. doi: 10.1038/leu.2012.120.
  11. Локен М.Р., Уэлс Д.А. Определение клеток предшественников. Иммунология гемопоэза. 2010;7(1):8–22. [Loken MR, Wells DA. Enumeration of progenitor cells. Immunologiya gemopoeza. 2010;7(1):8–22 (In Russ)]
  12. Гривцова Л.Ю., Тупицын Н.Н. Иммунологическая оценка гемодилюции костного мозга при лабораторных исследованиях (на основании теста М. Локен). Медицинский алфавит. 2015;4(18):67–70. [Grivtsova LYu, Tupitsyn NN. Immunological evaluation of bone marrow hemodilution in laboratory test (based on M. Loken’s test). Meditsinskii alfavit. 2015;4(18):67–70. (In Russ)]
  13. Тупицын Н.Н., Гривцова Л.Ю., Купрышина Н.А. Иммунодиагностика опухолей крови на основании многоцветных (8-цветных панелей) Европейского консорциума по проточной цитометрии (Euroflow). Иммунология гемопоэза. 2015;13(1):31–62. [Tupitsyn NN, Grivtsova LYu, Kupryshina NA. Haematopoietic malignancies immune diagnostics based on Euroflow Consortium proposals: 8-color flow cytometry. Immunologiya gemopoeza. 2015;13(1):31–62. (In Russ)]
  14. Veltroni M, de Zen L, Sanzari MC, et al.; I-BFM-ALL-FCM-MRD-Study Group. Expression of CD58 in normal, regenerating and leukemic bone marrow B cells: implications for the detection of minimal residual disease in acute lymphocytic leukemia. J Hematol. 2003;88(11):1245–52.
  15. Romero-Ramırez H, Morales-Guadarrama MT, Pelayo R, et al. CD38 expression in early B-cell precursors contributes to extracellular signal-regulated kinase-mediated apoptosis. Immunology. 2014;144(2):271–81. doi: 10.1111/imm.12370.
  16. Tajima F, Deguchi T, Laver JH, et al. Reciprocal expression of CD38 and CD34 by adult murine hematopoietic stem cells. Blood. 2001;97(9):2618–24. doi: 10.1182/blood.V97.9.2618.
  17. Higuchi Y, Zeng H, Ogawa M. CD38 expression by hematopoietic stem cells of newborn and juvenile mice. Leukemia. 2003;17(1):171–4. doi: 10.1038/sj.leu.2402785.
  18. Carsetti R, Rosado MM, Wardmann H. Peripheral development of B cells in mouse and man. Immunol Rev. 2004;197(1):179–91. doi: 10.1111/j.0105-2896.2004.0109.x.
  19. Lamkin T, Brooks J, Annett G, et al. Immunophenotypic differences between putative hematopoietic stem cells and childhood B cell precursor acute lymphoblastic leukemia cells. Leukemia. 1994;8(11):1871–8.
  20. Chen JS, Coustan-Smith E, Suzuki T, et al. Identification of novel markers for monitoring minimal residual disease in acute lymphoblastic leukemia. Blood. 2001;97(7):2115–20. doi: 10.1182/blood.V97.7.2115.
  21. De Waele M, Renmans W, Jochmans K, et al. Different expression of adhesion molecules on CD34+ cells in AML and B-lineage ALL and their normal bone marrow counterparts. Eur J Haematol. 1999;63(3):192–201. doi: 10.1111/j.1600-0609.1999.tb01767.x.
  22. Dworzak MN, Fritsch G, Froschl G, et al. Four-Color Flow Cytometric Investigation of Terminal Deoxynucleotidyl Transferase–Positive Lymphoid Precursors in Pediatric Bone Marrow: CD79a Expression Precedes CD19 in Early B-Cell Ontogeny. Blood. 1998;92(9):3203–9.
  23. Coustan-Smith E, Song G, Clark C, et al. New markers for minimal residual disease detection in acute lymphoblastic leukemia. Blood. 2011;117(23):6267–76. doi: 10.1182/blood-2010-12-324004.
  24. Barrena S, Almeida J, Yunta M, et al. Aberrant expression of tetraspanin molecules in B-cell chronic lymphoproliferative disorders and its correlation with normal B-cell maturation. Leukemia. 2005;19(8):1376–83. doi: 10.1038/sj.leu.2403822.
  25. Тупицын Н.Н., Гривцова Л.Ю., Купрышина Н.А. Проточная цитометрия в онкогематологии. Часть I. Основы и нововведения в диагностике острых лейкозов. Клиническая онкогематология. 2012;5(1):42–7. [Tupitsyn NN, Grivtsova LYu, Kupryshina NA. Flow cytometry in hematology malignancies. Part I. ABC and news in acute leukemia diagnostics. Klinicheskaya onkogematologiya. 2012;5(1):42–7. (In Russ)]
  26. Shoham T, Rajapaksa R, Boucheix C, et al. The Tetraspanin CD81 Regulates the Expression of CD19 During B Cell Development in a Postendoplasmic Reticulum Compartment. J Immunol. 2003;171(8):4062–72. doi: 10.4049/jimmunol.171.8.4062.